[보고서] ‘3세대 유전자 가위’ 논문·특허기술 전쟁 3…논문 분석

- MIT, 펭 장(Feng Zhang) 교수 팀의 논문 분석(2013)

생명과학자들은 최근 3세대 유전자 가위(크리스퍼/카스, CRISPR/Cas9)를 개발했다. 인간세포와 동식물세포의 유전자를 마음대로 교정 또는 편집하는데(Editing) 사용한다. 표적 DNA를 자른 후 세포 내 복구 시스템에 의해 다시 연결되는 과정에서 유전자 교정과 원하는 변이가 일어난다. 이 방식을 활용해 암과 AIDS 등뿐만 아니라 더 나아가 희귀난치병 치료나 작물•가축개량•미래식량(Clean meat) 분야에서 유전자 가위 혁명이 빠르게 확산되고 있다. 

특정 유전자 부위를 정확하게 잘라 내 그 기능을 알아내는 데에도 사용되고, 쥐를 대상으로 특정 유전자를 제거/억제하거나(Knock-out) 특정 유전자를 삽입하여(Knock-in) 희귀 병을 가진 쥐를 만들기도 하는데, 종전에는 수개월~수년이 걸렸지만 유전자 가위를 이용하면 시간과 비용을 획기적으로 줄일 수 있기 때문이다. 이렇듯 인류는 세포 안에 있는 특정 유전자나 염기를 골라서 제거하거나 정상으로 바꿀 수 있는 유전자 가위 기술을 보유했다. 

본 보고서에서는 3세대 유전자 가위에 대한 논문 공개 순으로 제니퍼 다우드나 교수 팀 – 펭 장 교수 팀 – 김진수 교수 팀의 논문의 내용을 살펴보고, 지금 벌어지고 있는 특허전쟁에 대해서는 특허 출원일 순으로 소개하되, 특허등록 여부를 같이 분석해 인사이트를 제공하고자 한다. 다만, 논문 공개시기보다 대부분 특허 출원일이 앞서 있고, 또한 특허출원서의 내용과 논문 내용이 다룰 수도 있지만, 특허기술들이 논문 연구과정에서 발견한 기술들이라는 점에서 논문을 먼저 살펴보고 특허를 나중에 살펴보기로 한다. 아울러 논문과 특허분석이기 때문에 오류가 있을 수도 있다는 점을 알려드리는 바이다. 

글 싣는 순서 

I부 – ‘3세대 유전자 가위(CRISPR/Cas9)’ 논문/특허기술 전쟁
1장. 크리스퍼/카스(CRISPR/Cas)란​
2장. 논문 분석
2-1. UCB(버클리대), 제니퍼 다우드나 교수 팀의 논문 분석(2012)

2-2. MIT, 펭 장 교수 팀의 논문 분석(2013)
2-3. 서울대, 김진수 교수 팀의 논문 분석(2013)
3장. 특허분석/특허전쟁
3-1. 다우드나 교수, 원핵생물 대상, 최초 특허출원(2012)과 출원서 공개(2014)
3-2. 김진수 교수(툴젠), 인간세포 대상, 최초 특허출원(2012)과 출원서 공개(2014)
3-3. 장 교수, 인간세포 대상, 초고속 심사 신청, 2014년 4월에 특허를 획득
3-4. 미국 특허심판원 다우드나+장 교수의 양쪽 기술을 모두 인정(2017.02)
3-5. 다우드나 교수의 그간의 노력
3-6. 유럽특허청(EPO), 최초 연구자 다우드나 교수의 특허를 승인(2017.05)
3-7. 중국 국가지식산권국(SIPO), 다우드나 교수의 특허를 승인(2017.06)
3-8. 크리스퍼 논문/특허 분쟁 관련 주요 내용
4장. Discussion
*참고 Genome editing: 유전체 교정인가 편집인가?(23 Jul 2015)

Feng Zhang
▲Feng Zhang, Image Credit: MIT McGovern Institute

 

2-2. MIT, 펭 장 교수 팀의 논문 분석(2013)

미국 MIT, MIT와 하버드대학의 공동연구소인 브로드연구소(The Broad Institute)의 펭 장(Feng Zhang) 교수를 중심으로 하는 공동연구팀이, 다우드나 교수가 발견하고 제안한 crRNA:tracrRNA와 이 둘을 합친 키메라 RNA와 Cas9을 디자인해서, 다우드나 교수보다 수준이 높은 진핵세포(eukaryotic cell)의 동물(쥐) 세포와 인간 세포에 주입해 표적 dsDNA를 잘라 교정하는데 성공했다고 2013년 2월 15일에 사이언스지에 논문을 발표했는데(Cong et al., Science, 15 Feb 2013), 이는 2013년 1월 3일에 온라인판에 공개되었던 논문이다. 

이들은 또한 하나의 단일 CRISPR 어레이(a single CRISPR array)에 멀티 스페이서 서열들을 엔코딩해 동시에 여러 표적 사이트를 교정했다고 발표함으로써, 그 이후에 이들이 발견한 쉬운 프로그램과 폭넓은 응용이 가능해져, 여러 기관에서 유전자 교정 붐을 일으키는데 획기적인 발판을 제공하였다. 

장 교수 팀은 인간 배아 신장(Human embryonic kidney, HEK)의 세포주(Cell line)인 293FT와 쥐의 신경 세포주인 Neuro2A(N2A)를 배양했다. 그 다음 라이프 테코놀로지사(Life Technologies)의 리포펙타민 2000(Lipofectamine 2000)을 이용하여 화농연쇄상구균의 DNA를 배양한 293FT와 N2A 세포들에 형질주입 혹은 형질감염(Transfection) 시켰다. 그 다음 이들을 72시간 동안 37도에서 인큐베이팅시킨 후, type II CRISPR/Cas9 시스템의 핵심인자들인 Cas9과 RNA 등을 추출하고 정제한 후, 이들을 조합(combinations)하는 나름대로의 방식을 사용해 플라스미드 DNA를 디자인해서, 다시 293FT와 N2A에 주입해, 293FT의 EMX1과 PVALB, 그리고 N2A의 Th 유전자를 대상으로 절단 실험을 하였다. 

장 교수 팀은 본 논문의 참고문헌에서 12번째로 다우드나 교수의 논문을 인용하면서, 다우드나 교수 팀이 원핵생물인 화농연쇄상구균(SF370)에서 type II CRISPR/Cas9을 찾았다고 밝히고, SF370 type II CRISPR 좌위(Streptococcus pyogenes SF370 type II CRISPR locus)를 다음 <그림 S1>과 같이 설명하고 있는데, 앞서 보았던 다우드나 교수 팀의 <그림 S1>과 거의 같다.

단 다른 것은 tracrRNA, Cas9, Cas 1, Cas2, Csn2를 이탤릭 대문자인 유전자로 정확하게 표현하고 있는데, 이들 유전자가 각각 발현되면 tracrRNA, Cas9, Cas1, Cas2, Csn2의 단백질이 된다. 다우드나 교수 팀과 마찬가지로 비-반복적인 서열들(non-repetitive sequences)을 가지고 있는 스페이서들(spacers, 30 bp each) 중 어느 특정 스페이서의 서열이 pre-crRNA에 전사되고, 그 다음 Cas9-RNase III-알려지지 않은 뉴클레아제들에 의해 성숙되면, Cas9-tracrRNA:crRNA가 한 조를 이루어 위치를 인식하고 표적 DNA를 절단하게 된다. 

1▲<그림 S1> 화농연쇄상구균(SF370) type II CRISPR 좌위(Streptococcus pyogenes SF370 type II CRISPR locus)의 간단한 그림. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

장교수 팀은 이들 원핵생물의 CRISPR/Cas9 시스템을 포유동물의 세포들에 주입하고 이종발현(heterologous expression)을 유도해 표적 이중가닥을 자른 것(DSBs)이다

우선 연구팀은 S. pyogenes Cas9 (SpCas9)과 RNase III (SpRNase III) 유전자를 인간 코돈에 최적화하고(codon–optimized), 포유류 세포들에 잘 들어가서 핵 구획화(nuclear compartmentalization)를 확실히 하도록 핵 지역화 신호들(nuclear localization signals, NLSs)을 붙이고 인간 293FT 셀에 주입하여 발현을 실험한 결과, <그림 1A>에서 보는 바와 같이 두 개의 NLSs를 붙였을 때 SpCas9이 가장 효율적인(efficient) 것으로 나타났다. Type II CRISPR/Cas 시스템의 비-코딩 RNA를 재구성하기 위해, 연구팀은 RNA polymerase III U6 promoter 아래에(<그림 1B>) 89-nt의 염기서열을 가진 tracrRNA를 발현시켰다. 또한 연구팀은 U6 프로모터를 사용하여, 반복서열들(DRs, Direct Repeats)이 양쪽 측면에 위치한 하나의 단일 가이드 스페이서를 포함하는 하나의 pre-crRNA 어레이를 발현시켰다(<그림 1B>). 그리고 GGG 염기서열의 PAM을 가진 인간 EMX1 좌위(locus)에서 30bp를 가진 프로토스페이서를 표적으로 디자인했다(<그림 1C>). 

2▲<그림 1A> SF 370으로부터 발견한 type II CRISPR 유전자 좌위(locus)는 재구성되어 포유동물의 세포들에서 표적 DNA의 이중가닥을 자를 수 있음(DSBs). (A) SpCas9와 SpRNase III에 NLSs를 양쪽에 붙여 포유류 핵에 잘 들어가도록 공학적으로 처리함. 녹색형광단백질(GFP)의 바(bars)의 크기는 10 µm. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

3

▲<그림 1B> (B) 인간 코돈에 최적화된(human codon–optimized) SpCas9(hSpCas9) 및 SpRNase III (hSpRNase III) 유전자의 포유류 발현은 신장 인자(elongation factor) 1α (EF1α) 프로모터에 의해 유도되는 반면, tracrRNA 및 pre-crRNA 어레이(DR-Spacer-DR)는 U6 프로모터에 의해 유도. PAM이 있는 인간 EMX1 좌위의 프로토스페이서(파란색 하이라이트)를 pre-crRNA 어레이 내의 스페이서 용 템플릿으로 사용했음. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

4

▲<그림 1C> (C) EMX1 표적 좌위와 crRNA 사이의 염기 쌍의 도식적 표현. 빨간색 화살표는 추정 절단 부위를 나타냄. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

이렇게 디자인된 CRISPR 시스템(SpCas9, SpRNase III, tracrRNA, and pre-crRNA)이 이종 발현되고, 표적 포유 세포들에서 절단이 되는지를 테스트하기 위해 CRISPR/Cas의 다양한 콤비들(different combinations)을 293FT 세포들에 형질주입 했다. 그런데 포유동물 표적 DNA의 DSBs들은 이중가닥이 잘린 후 복구되는 과정에서, 비-상동말단부착(NHEJ, nonhomologous end joining)이라는 수선 메커니즘에 의해 DNA의 삽입결실을 나타내는 변이 수치인 인델(Indel, Insertion & Deletion)이 부분적으로 일어난다. 따라서 연구팀은 표적 절단을 알아보기 위해 SURVEYOR 분석을 실시하였다(<그림 1D>). 이렇게 CRISPR를 구성하는 4개의 요소들을(SpCas9, SpRNase III, tracrRNA, and pre-crRNA) 다 함께 형질주입 한(cotransfection) 결과, 표적 프로토스페이서의 효율적인 절단이 일어났고, 생거 시퀀싱(Sanger sequencing)으로 확인되었다(<그림 1E>).  .

5

▲<그림 1D> (D) SpCas9-매개 절단 생성물과 인델(indels)에 대한 SURVEYOR 분석. SpCas9와 tracrRNA가 있고 SpRNase III가 없을 때 인델 수치가 4.7%로 가장 낮음. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

6

▲<그림 1E> (E) 187 개의 클론 증폭산물(clonal amplicons)에서 확인된 돌연변이 대립 유전자의 대표적인 서열뿐만 아니라 미세결실(microdeletion)을 보여주는 크로마토그램(chromatogram)의 예. 빨간색 대시(—)는 결실된 염기들이고(deleted bases, D1~D6) 적색 염기들은 삽입들 또는 돌연변이들임(+1 또는 m1). Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

그런데 앞서 살펴본 다우드나 교수 팀의 실험결과와 다른 결과가 나타났다. 다우드나 교수의 논문에는 ‘tracrRNA와 pre-crRNA가 붙어서 생긴 이중 가닥은 RNase III에 의해서 일부 잘려서 제거되고 성숙된다’고 했다. 장 교수의 논문에는 ‘SpRNaseIII는 프로토스페이서 절단에 필요하지 않으며 (<그림 1D>), 89-nt의 tracrRNA가 SpRNase III 없이도 처리된다. 또한 pre-crRNA의 성숙에도 RNase III를 필요하지 않는다(<그림 1D>)’라고 기술하고 있다. 이것은 무엇을 제안하는가 하면 인간을 비롯한 포유동물에서는 pre-crRNA의 성숙을 지원하는 내인성의 포유류 RNases가 있을 수도 있다는 것(there may be endogenous mammalian RNases)을 제안하는 것이다. 또한 tracrRNA를 제거했을 때는 절단이 일어나지 않았다. 이 결과는 포유동물의세포들에서는, RNA가 가이드하는 효율적인 게놈 변형(efficient RNA-guided genome modification)을 위해 최소 3개의 구성 요소들인 SpCas9-tracrRNA-crRNA가 필요하다는 것을 정의하는 것이다.

다음으로 장 교수 팀은 EMX1 좌위(locus) 내에서 5개의 멀티-프로토스페이서들을 동시에 표적으로 하여 진핵세포에서 RNA-유도 게놈 교정(RNA-guided genome editing)의 일반화 가능성을 연구했다(<그림 2A>). 동시 전달(codelivery)을 향상시키기 위해 pre-crRNA와 SpCas9를 동시에 유도할 수 있는 하나의 발현 벡터(an expression vector)를 설계했다. 그리고 다우드나 교수가 제시한 crRNA와 tracrRNA의 두 개의 RNA(<그림 2B의 위)>)와 이 두 개를 합쳐 하나의 키메릭 RNA(a chimeric RNA)를 디자인했다(<그림 2B의 아래>). 그리고 SpCas9-pre-crRNA(DR-spacer-DR)-tracrRNA가 모두 함께 발현 될 때 5개의 모든 표적 포로토스페이서들의 절단을 관찰했다. 하지만 모든 키메라 RNA 디자인들이 표적의 절단을 촉진하지는 않았다(<그림 2C>). 

7

▲<그림 2A> 빨강색에 해당하는 PAM이 있는 파란색 선으로 표시된 5 개의 프로토스페이서들의 위치를 보여주는 인간 EMX1 좌위(locus)의 개략도. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

그래서 추가적인 인간의 PVALB 유전자와 쥐의 Th 유전자 좌위(loci)를 대상으로 테스트했다. 그 결과 crRNA:tracrRNA 이중 복합체(duplex)를 사용하여 3개의 마우스 Th와 1개의 PVALB 표적 모두에서 효율적인 변형(modification)을 달성함으로써, 다양한 유기체에 걸쳐 다른 유전자 좌위(loci)를 변형시키는(modifying) CRISPR/Cas 시스템의 광범위한 적용 가능성을 데모했다(<표 S1>). 그러나 동일한 프로토스페이서 표적들에 대해, 키메라 RNA의 절단 효율은 crRNA:tracrRNA 이중 복합체보다 낮거나 탐지 할 수 없었다. 이것은 RNA의 발현과 안정성(stability)의 차이, 내인성 RNA 간섭 분자기계로 인한 분해, 또는 비효율적인 Cas9 로딩 또는 표적인지를 유도하는 2 차적인 구조 때문일 수 있다.

<표 S1> 포유류 게놈 표적의 프로토스페이서 서열 및 변형 효율(Protospacer sequences and modification efficiencies of mammalian genomic targets). N.D., not detectable using the SURVEYOR assay; N.T., not tested in this study. Table S1: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

8

9

▲<그림 2B> (위) pre-crRNA:tracrRNA의 이중 복합체(dual complex). (아래) 키메라 RNA.. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

10

▲<그림 2C> SURVEYOR 분석은 인간 EMX1 유전자 좌위의 5 가지 프로토스페이서들에서 Cas9-매개 절단의 효과를 비교함. 각각의 프로토스페이서는 pre-crRNA:tracrRNA 복합체 또는 키메라 RNA(chiRNA)에 의해 표적화됨. 화살표는 각각의 프로토스페이서 표적에 대한 절단 생성물을 나타냄. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

효과적인 게놈 교정(editing)을 위해서는 뉴클레아제들이 높은 정확도와 효율성으로 특정 게놈 유전자 좌위(specific genomic loci)를 표적으로 삼아야 한다. RNA-유도 게놈 변형(modification)의 특이성(specificity)을 연구하기 위해, 장 교수 팀은 스페이서와 포유류 프로토스페이서 표적 사이의 단일 뉴클레오티드 불일치(single-nucleotide mismatches)를 주고 분석했다(<그림 3A>). 

11

▲<그림 3A> 키메라 crRNA와 EMX1-표적 사이의 단일-염기 불일치(미스매치) 평가(스페이서-프로토스페이서 미스 매치 평가). Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

12

▲<그림 3B> 서로 다른 불일치 부위를 가지고 있는 키메릭 RNAs(different mutant chimeric RNAs)의 절단 효율을 비교하는 SURVEYOR 분석. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

분석한 결과, PAM에서 5’ 위쪽으로(upstream) m1에서 m11까지의 단일-염기 불일치(single-base mismatch)에서는 SpCas9에 의한 절단이 전혀 일어나지 않았고(<그림 3A>), 반면 위쪽으로 더 먼 곳의 m13~m17의 돌연변이를 가진 스페이서들은 프로토스페이스 표적에 대해 절단 활성을 유지했지만 더 먼 곳의 불일치일수록 인델 수치가 떨어졌다(<그림 3B>). 

이는 다우드나 교수가 밝힌 Cass9 특이성(specificity)에 대한 튜브에서의 연구와 일치하는 것이다. 이것은 crRNA가 PAM과 가까이 있는 부분의 시퀀스와 완전히 결합해야 절단 효율이 가장 좋다는 것을 의미하는 것이다(다우드나 교수 팀의 논문의 <그림 3-D & E> 참조)

게놈의 표적 변형은 오류가 발생하기 쉬운(error-prone) 비-상동말단부착(NHEJ, nonhomologous end joining)이라는 메커니즘에서 발생하는 돌연변이들을(indels) 이상적으로 방지할 수(avoids) 있다. 야생형(WT) SpCas9는 NHEJ 또는 상동직접수선(HDR, homology-directed repair)을 통해 수선 할 수 있는(can be repaired) 특정 사이트의 DSBs를 중재할 수 있다(mediate site-specific DSBs). 

장 교수 팀은 SpCas9의 RuvCⅠ 도메인에서 하나의 아스파테이트-투-알라닌 치환(D10A, aspartate-to-alanine substitution)을 공학적으로 처리하여, 뉴클레아제 효소를 하나의 DNA 니카아제(틈/흠내기효소, nickase)인 SpCas9n으로 전환시켰다(<그림 4A>). 한 가닥이 끊어진 nicked genomic DNA는 끊김 없이(seamlessly) 수선되거나 고-충실도(high-fidelity)의 HDR를 통해 수선되기 때문이다. 

13

▲<그림 4A> 상동 재조합과 멀티플렉스 게놈 공학을 위한 Cas9의 응용들(Applications of Cas9 for homologous recombination and multiplex genome engineering). (A) RuvC I 도메인을 돌연변이 조작하여 Cas9를 SpCas9n 효소로 전환. HNH(histidine-asparagine-histidine) 엔도뉴클레아제 도메인. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

SpCas9 대신 SpCas9n을 사용한 결과, 분석(<그림 4B>)과 327개의 증폭산물(amplicons)에서 어떠한 돌연변이(any indels)도 발견되지 않았다. 다시 말해 SpCas9과 함께 EMX1-표적 키메라 RNA의 동시발현은 인델로 이어지고, SpCas9n는 인델로 이어지지 않았다. 그러나 nicked DNA는 매우 드물게 DSB 중간체(a DSB intermediate)를 통해 NHEJ 이벤트도 드물게 일어난다.

14

▲<그림 4B> 상동 재조합과 멀티플렉스 게놈 공학을 위한 Cas9의 응용들(Applications of Cas9 for homologous recombination and multiplex genome engineering). (B) SpCas9과 함께 EMX1-표적 키메라 RNA의 동시발현은 인델로 이어지고, SpCas9n는 인델로 이어지지 않음.  Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

장 교수 팀은 프로토스페이서 근처에 한 쌍의 제한 사이트(a pair of restriction sites)를, 동일한 EMX1 유전자 좌위(locus)에 끼워 넣기 위해, 하나의 상동복구 템플렛(a homology repair template)을 디자인하여, Cas9-매개 HDR를 테스트했다(<그림 4C>).

15

▲<그림 4C> 재조합 전략의 도식적 표현(Schematic representation of the recombination strategy). 상동복구(HR) 템플릿은 제한 사이트를 EMX1 유전자 좌위에 삽입하기 위해 고안됨. 변형된 영역(the modified region)을 증폭하는 데 사용되는 프라이머들(Primers)은 빨간색 화살표로 표시됨. Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

그 결과 SpCas9와 SpCas9n은 유사한 수준(<그림 4D>)에서 EMX1 유전자 좌위로 복구 템플릿의 통합을 촉진시켰다. 그리고 Sanger 시퀀싱을 통해 더 검증했다(<그림 4E>. 이러한 결과는 표적 게놈 삽입들(targeted genomic insertions)을 촉진하는 CRISPR의 유용성(utility)을 보여주는 것이다. 야생형 SpCas9의 경우 시드(seed) 서열로부터 12-bp 및 PAM으로부터 2-bp의 14-bp가 표적 특이성(target specificity)을 갖는다는 것을 감안할 때(<그림 3B>), 니카아제의 사용은 비-표적 돌연변이(off-target mutations)를 감소시킬 수 있다.

16

▲<그림 4D & 4E> (D) 제한 절편 길이 다형성 겔 분석(Restriction fragment length polymorphism gel analysis.). 화살표는 HindIII 분해(digestion)에 의해 생성된 절편들을 나타냄. (E) 성공적인 재조합을 보여주는 크로마토그램 예(Example chromatogram showing successful recombination). Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

마지막으로 스페이서 어레이들(<그림 S1>)을 가진 CRISPR 좌위(loci)의 자연적 구조는 다중화된 게놈 공학 가능성(multiplexed genome engineering)을 제안하고 있는데, 장 교수 팀은 한 쌍의 EMX1- 및 PVALB-표적 스페이서를 엔코딩한 하나의 단일 CRISPR 어레이(a single CRISPR array)를 사용함으로써, 두 좌위에서 효율적인 절단을 검출하였다(<그림 4F>).  더 나아가 119 bp 간격의 EMX1 내의 두 표적에 대한 스페이서들을 사용하여 동시 DSBs를 통해 더 큰 게놈 영역의 표적 삭제를 테스트했고, 1.6 % 삭제 효능(182 증폭산물 중 3 개, <그림 4G>)을 관찰하여, CRISPR/Cas 시스템은 단일 게놈 내에서 다중 교정(multiplexed editing)이 가능함을 데모했다. 

17

▲<그림 4F> SpCas9는 EMX1 및 PVALB를 표적으로 하는 두 개의 스페이서를 가진 crRNA 어레이를 사용하여 멀티플렉스 게놈 변형을 촉진 할 수 있음. crRNA 어레이의 디자인을 보여주는 개략도(위). 두 스페이서는 효율적인 프로토스페이서 절단을 매개함(아래). Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

18

▲<그림 4G> SpCas9는 정확한 게놈 삭제(deletion)를 달성하는 데 사용할 수 있음. EMX1을 표적으로 하는 두 개의 스페이서(위)는 118-bp 게놈 삭제를 매개함(하단). Image: Cong et al., Science, 15 Feb 2013

 

 

크기변환_사본-10632695_637493523030856_2757249799481243589_n차원용 소장/교수/MBA/공학박사/미래학자

아스팩미래기술경영연구소(주) 대표, (전)국가과학기술심의회 ICT융합전문위원회 전문위원, 국토교통부 자율주행차 융복합미래포럼 비즈니스분과 위원, 전자정부 민관협력포럼 위원, 국제미래학회 과학기술위원장

1 COMMENT